大田基黄总黄酮含量测定及提取物抗乙肝病毒作用
Determination of Flavonoids and Anti-Heptitis B Virus Activity of Extracts from Lysimachia fortunei Maxim
DOI: 10.12677/HJFNS.2020.91012, PDF, HTML, XML, 下载: 650  浏览: 1,142  科研立项经费支持
作者: 龚受基:北部湾大学食品工程学院,广东 钦州;桂林医学院,广西 桂林;杨 茵:桂林医学院,广西 桂林
关键词: 大田基黄黄酮HepG2.2.15细胞系Lysimachia fortunei Maxim Flavonoid HepG2.2.15 Cells
摘要: 目的:测定大田基黄提取物中总黄酮含量,研究大田基黄不同提取物体外抗乙肝病毒作用。方法:采用大孔吸附树脂(D101)纯化工艺技术,对大田基黄提取物进行提纯,应用NaNO2-AlCl3显色法测定总黄酮含量;应用HepG2.2.15细胞系培养系统检测大田基黄提取物对HBsAg和HBeAg的抑制作用。结果:经树脂纯化后的大田基黄提取物总黄酮含量达89.29%;大田基黄提取物对HBsAg表达有抑制作用,其中对HBsAg抑制作用差别较大。结论:大孔吸附树脂(D101)分离纯化大田基黄总黄酮效果显著;大田基黄提取物有体外抗乙肝病毒作用。
Abstract: Objective: To determinate the flavonoids’ content and the anti-hepatitis B virus (HBV) effect of the extracts from Lysimachia fortunei Maxim in vitro. Methods: Macroporous resin (D101) was used to isolate and purify the extracts of Lysimachia fortunei Maxim and the total flavonoids’ content was determinated by NaNO2-AlCl3 system. Then, the HepG2.2.15 cell line was used to investigate the anti-HBV effects of the extract from Lysimachia fortunei Maxim. Results: The content of flavonoids reaches 89.29%. The extracts are shown to inhibit the HBeAg secretion in HepG2.2.15 cells. Conclusions: Macroporous resin (D101) is efficient for purification of total flavonoids from Lysimachia fortunei Maxim. The extracts of Lysimachia fortunei Maxim are effective in inhibition of HBV in vitro.
文章引用:龚受基, 杨茵. 大田基黄总黄酮含量测定及提取物抗乙肝病毒作用[J]. 食品与营养科学, 2020, 9(1): 95-100. https://doi.org/10.12677/HJFNS.2020.91012

1. 引言

大田基黄Lysimachia fortunei Maxim系报春花科排草属植物红根排草,别名星宿菜、红根草,系多年生植物,多发现于山边、沟坡、溪畔等湿润阴凉区域,在我国中南、华东等省均有分布。大田基黄全草富含黄酮类、甾体类化合物 [1] [2] [3] [4],具有抗高血压、镇痛抗炎、提高免疫力等药理作用 [5] [6] [7]。黄酮类化合物属于植物二次代谢产物,具有多方面的活性 [8],大田基黄富含黄酮类化合物 [9] [10],可能是潜在的抗病毒活性物质。本实验测定了大田基黄提取物中的总黄酮含量,利用HepG 2.2.15 细胞系观察不同提取物对HBeAg、HBsAg分泌的影响,分析不同极性提取物的抗乙肝病毒功效。

2. 材料药品与仪器

2.1. 药品试剂

大田基黄全草,由广西植物研究所黄定中高工鉴定为报春花科排草属植物红根排草Lysimachia fortunei Maxim;芦丁标准品,AR,批号TCM027-080118,南京替斯艾么中药研究所;D101大孔吸附树脂(中国沧州远威化工有限公司);HepG 2.2.15 细胞系(北京大学医学院第一附属医院病毒研究所);DMEM G418 (Gibco分装),谷氨酰胺(Sigma),新生小牛血清(Sigma);其他试剂为分析纯。

2.2. 仪器设备

BP211D电子天平,德国Sartorius公司产品;752紫外光栅分光光度计,上海分析仪器总厂产品;MCO -15AC CO2培养箱,日本三洋公司产品;XSBIA倒置显微镜,上海蔡康光学仪器有限公司产品;KHB ST-360酶标仪,上海科华实验系统有限公司产品;96孔细胞培养板,美国Corning公司产品。

3. 方法

3.1. 总黄酮提取

大田基黄全草粉碎,过14目筛,取过筛物20 g,加60%乙醇200 mL超声提取0.5 h,抽滤,滤渣按相同条件再提取一次,合并滤液,减压浓缩至稠状物。稠状物加500 mL蒸馏水搅拌溶解,静置过夜,抽滤。取滤液上D101树脂柱,待大孔树脂吸附完全后,用蒸馏水洗脱至馏出液无色,弃去此柱流液。再用400 mL 80%乙醇洗脱树脂,收集洗脱液,旋转蒸发仪减压浓缩,将浓缩液于真空干燥器中45℃干燥成疏松固体,粉碎得粗黄酮,备用。

3.2. 样品制备

干燥大田基黄全草粉碎,过14目筛,称取10 g用10倍量95%乙醇超声提取0.5 h,抽滤,滤渣同样条件再提取一次,合并滤液,浓缩、真空干燥得提取物E1;滤渣用60%乙醇按上述方法处理得提取物E2;上述滤渣用蒸馏水按上述方法处理得提取物E3

3.3. 总黄酮的含量测定

3.3.1. 标准曲线的制备

精确称量20.00 mg芦丁标准品,以60%乙醇超声溶解后,定容至50 mL容量瓶,取8.0 mL于25 mL容量瓶中,加入浓度为0.50 mol/L的NaNO2 1.0 mL,摇匀静止5 min,再加入0.30 mol/L的AlCl3 1.0 mL,摇匀静置5 min,再加1.00 mol/L的NaOH 5.0 mL,摇匀显色后,用60%乙醇定容并摇匀,放置10 min,用1 cm比色皿在360~600 nm区间扫描,确定最大吸收波长为504.6 nm。分别移取上述标准液0、1.00、2.00、4.00、6.00、8.00、10.00 mL于7个25 mL的容量瓶中,同上述方法显色后,用60%乙醇定容,于504.6 nm处测定吸光度,空白试剂为参比液,绘制标准曲线。

3.3.2. 精密度试验

取上述芦丁标准液5份,每份3.0 mL,分别置于25 mL容量瓶中,显色后用60%乙醇定容,测定5份溶液的吸光度值。

3.3.3. 稳定性试验

量取同一供试品溶液,分别于0、1、2、3、4、5、6、7、8 h处测定吸光度值,每一时间段测5次,计算RSD%。

3.3.4. 样品中总黄酮含量测定

精确称量粗黄酮干燥产物120 mg,用60%乙醇超声溶解,定容至50 mL容量瓶。再精密量取5.00 mL于25 mL容量瓶,按标准曲线制备方法加入试剂显色摇匀后,用60%乙醇定容放置10 min,测定吸光度,测定3次,并将此值代入回归方程,计算总黄酮的含量。

3.4. 总黄酮的体外抗乙肝作用

3.4.1. 药物配制

将大田基黄提取物E1、E2、E3用100%二甲基亚砜溶解,使二甲基亚砜浓度为10%,过滤灭菌备用。

3.4.2. HepG2.2.15细胞的培养

DMEM中加入380 mg/L G418、15%新生小牛血清、2 mmol/L谷氨酰胺、1%青霉素链霉素、5%碳酸氢钠调pH 7.2~7.4,于 37℃ 、5%二氧化碳条件下培养,每10 d传代一次。

3.4.3. 药物对细胞的毒性作用试验

将HepG 2.2.15 细胞按1 × 108/mL接种于96孔细胞培养板,每孔190 μL,置CO2培养箱培养30 min,酶标仪于波长515 nm条件下测其吸光度。依次将提取物E1、E2、E3各50 μL加入培养板中,每3 d换相同浓度的相同药液和培养基,设不加药物的100 mL/L DMSO为对照孔,于第9天测定药物对细胞的毒性。

3.4.4. 大田基黄提取物对HepG2.2.15细胞HBsAg和HBeAg分泌的影响

将HepG 2.2.15 细胞按2 × 105/mL接种于96孔细胞培养板中,每孔190 μL,加入不同浓度提取物E1、E2、E3,每个浓度设3个平行孔,同时设10% DMSO阴性对照组,3天后取培养孔上清液用ELISA法测定吸光度值,计算药物对HBsAg、HBeAg分泌的抑制率。

3.4.5. 统计处理

各组检测数据以 x ¯ ± s表示,组间比较用t检验。

4. 结果

4.1. 方法试验

精密度试验:5份芦丁标准液,吸光值分别为0.135、0.135、0.135、0.136、0.135,平均值为0.1352,RSD% = 0.33,显示精密度良好。

稳定性试验:0~8 h不同时间点吸光度值RSD%分别为0.18、0.28、0.19、0.17、0.15、0.28、0.36、0.43、0.67,统计结果表明,在8h内试验结果稳定性良好,检测方法可行。

4.2. 黄酮含量测定

测定提取物中总黄酮含量3次,平均含量为89.29%。

4.3. 提取物对HepG 2.2.15 细胞系的作用

大田基黄提取物体外抗乙肝病毒作用,提取物E1为60%乙醇提取物,提取物E2为大田基黄95%乙醇提取物,提取物E3为95%乙醇提取完后再用水提取。72h的抑制结果见表1表2表3。提取物对HBeAg分泌具有较好的抑制作用,对HBsAg的分泌作用影响有差异,仅提取物E2具有较好的抑制作用。三种提取物对HBeAg的抑制作用呈现剂量性关系,E2对HBsAg的抑制作用也呈现出抑制作用。

Table 1. Effects of extract E1 on the expression of HBsAg and HBeAg in HepG2.2.15 cell lines (n = 3, x ¯ ± s )

表1. 提取物E1对HepG 2.2.15 细胞株HBsAg、HBeAg表达的影响(n = 3, x ¯ ± s )

Table 2. Effects of extract E2 on the expression of HBsAg and HBeAg in HepG2.2.15 cell lines (n = 3, x ¯ ± s )

表2. 提取物E2对HepG 2.2.15 细胞株HBsAg、HBeAg表达的影响(n = 3, x ¯ ± s )

Table 3. Effects of extract E3 on the expression of HBsAg and HBeAg in HepG2.2.15 cell lines (n = 3, x ¯ ± s )

表3. 提取物E3对HepG 2.2.15 细胞株HBsAg、HBeAg表达的影响(n = 3, x ¯ ± s )

5. 讨论

乙型肝炎由乙型肝炎病毒(HBV)感染所致,肝脏感染后产生炎性病变,具有传染性。乙肝病毒感染者血清中乙型肝炎表面抗原(HBsAg)呈阳性,是感染HBV的标志。乙型肝炎E抗原(HBeAg)是判断HBV复制活跃与否的重要标志,其存在于HBsAg阳性患者的血液中,HBeAg呈阳性反映HBV病毒复制活跃、传染性强。目前,抗乙型肝炎药物主要有α-干扰素和核苷类似物两大类,但是其治疗效果并不令人满意,而且具有类感冒、疲倦和低血球等副作用 [11] [12]。传统中药作为一种补充替代疗法,在临床上中国、日本和韩国等多个国家广泛应用其治疗乙型肝炎 [13]。传统中药活性因子复杂多样,很多活性因子没有完全分离纯化,结构没有阐明,但是由于其来源广泛,而且化学特征与生物合成或者化学合成药物类似,易吸收、代谢,因此近年来传统中药引起了药物研究者的广泛关注 [14]。

黄酮类化合物是一类发现于植物的酚型结构次生代谢产物,种类繁多,活性多样。多种黄酮被证实对乙型肝炎具有治疗作用,茶叶中富含EGCG,其能够破坏HBV DNA复制中间体的合成从而抑制HBV 复制,最终减少共价环状病毒DNA链的表达 [15]。汉黄芩素和5-甲氧基-(3,4-二氢-3,4-二乙酰氧基)-2,2'-二甲基-吡喃酮-(7,8,5,6)-黄酮降低HBsAg和HBeAg分泌水平,同时降低HBV DNA表达,从而抑制HBV复制 [16] [17]。苎麻叶提取物含黄酮类化合物,对HBV的HBsAg、HBeAg和DNA表达都有显著抑制作用 [18]。

大田基黄中槲皮素含量达3.25 mg/g,总黄酮含量高达3.83%,黄酮含量丰富,以大孔树脂D101富集纯化效率较高 [9] [10]。已经鉴定的黄酮类化合物有5000多种,包括无糖基的苷元和连接有糖基的苷。不同黄酮类化合物极性不同,溶解于有机溶剂的特性也不同,苷元和连接较少糖基的苷极性小,容易溶解于高浓度乙醇溶液中,含有稍多糖基的苷极性中等,比较容易溶解于中等浓度乙醇溶液,当苷中糖基数目比较多时极性较大,比较容易溶解在水中。所以利用95%乙醇提取出极性较小的黄酮苷元和黄酮苷E1,60%乙醇溶液提取出中等极性黄酮苷E2,水提取出极性大的黄酮苷E3

本实验以乙型肝炎病毒感染肝癌细胞得到的细胞系HepG 2.2.15 为体外研究模型,检测了HBsAg、HBeAg的表达水平,观察了大田基黄三种提取物不同浓度体外对HBsAg和HBeAg表达的抑制作用。结果表明,提取物E2、E3仅对HBeAg表达有抑制作用,提取物E1对HBsAg与HBeAg均有抑制作用,且其抑制作用呈现剂量依赖性。三种提取物极性不同,表明其所含糖基数目不等,但均对HBeAg有抑制作用,且抑制作用相差不大,从构效角度表明苷元糖基存在与否对HBeAg表达影响不大,糖基对HBeAg的抑制作用不是必须的。但是糖基的存在对抑制HBsAg表达存在较大差异,提取物E1极性较小,说明其含糖基数目少,有较好的抑制HBsAg表达作用,而提取物E2、E3极性较大,对HBsAg表达的抑制较弱,说明糖基的存在不利于抑制HBsAg表达。

基金项目

北部湾大学校级科研项目(2017KYQD223),广西高校科学技术研究项目(KY2015ZD086)。

参考文献

[1] 夏欣, 刘梅芳, 林立东. 星宿菜的黄酮类化学成分[J]. 热带亚热带植物学报, 2014, 22(1): 93-95.
[2] 黄新安, 蔡佳仲, 胡英杰, 张玉虎. 星宿菜化学成分的研究[J]. 中国中药杂志, 2007, 32(7): 596-599.
[3] Yasukawa, K., Sekine, H. and Takido, M. (1989) Two Flavonol Glycosides from Lysimachia fortunei. Phytochemistry, 28, 2215-2216.
https://doi.org/10.1016/S0031-9422(00)97951-2
[4] 方乍浦, 张亚均, 孙小芳. 星宿菜脂溶性部分的化学成分研究[J]. 中国中药杂志, 1989, 14(12): 35-37 + 59.
[5] 龚受基, 苏小建, 阮俊, 梁映, 何乐琼, 徐庆. 大田基黄多糖降血压作用的动物实验研究[J]. 时珍国医国药, 2009, 20(3): 579-580.
[6] 付远清, 陆海鹏, 陆翠林. 星宿菜水提取物及醇提取物毒性及抗炎镇痛作用初探[J]. 黑龙江医学, 2013, 37(2): 157-159.
[7] 陆海鹏, 陆翠林, 付远清. 星宿菜提取物对小鼠免疫性肝损伤的保护作用[J]. 中国执业药师, 2013, 10(2): 23-25+55.
[8] Asif, A., Muhammad, K., Zaheer, A. and Hammad, S. (2015) Therapeutic Potential of Flavonoids and Their Mechanism of Action against Microbial and Viral Infections: A Review. Food Research International, 77, 221-235.
https://doi.org/10.1016/j.foodres.2015.06.021
[9] 龚受基, 黄耀锋, 滕翠琴, 徐庆. 大田基黄中槲皮素含量分析和总黄酮的提取工艺优化[J]. 食品科技, 2010(5): 199-203.
[10] 吴丽, 龚受基. 大孔吸附树脂-超声波法纯化大田基黄总黄酮[J]. 今日药学, 2016, 26(3): 172-174 + 178.
[11] Lu, J., Zhang, S., Liu, Y., Du, X., Ren, S., Zhang, H., Ma, L., Chen, Y., Chen, X. and Shen, C. (2015) Effect of Peg-Interferon Alpha-2a Combined with Adefovir in HBV Postpartum Women with Normal Levels of ALT and High Levels of HBV DNA. Liver International, 35, 1692-1699.
https://doi.org/10.1111/liv.12753
[12] Palacios-Alvarez, I., Roman-Curto, C., Mir-Bonafe, J.M., Canueto, J., Usero-Barcena, T. and Fernandez-Lopez, E. (2015) Autoimmune Response as a Side Effect of Treatment with Interferon-Alpha in Melanoma: Does This Have Prognostic Implications. International Journal of Dermatology, 54, e91-e93.
https://doi.org/10.1111/ijd.12698
[13] Tsai, D.-S., Huang, M.-H., Chang, Y.-S., Li, T.-C. and Peng, W.-H. (2015) The Use of Chinese Herbal Medicines Associated with Reduced Mortality in Chronic Hepatitis B Patients Receiving Lamivudine Treatment. Journal of Ethnopharmacology, 174, 161-167.
https://doi.org/10.1016/j.jep.2015.08.002
[14] Xia, J.F., Gao, J.J., Inagaki, Y., Kokudo, N., Nakata, M. and Tang, W. (2013) Flavonoids as Potential Anti-Hepatocellular Carcinoma Agents: Recent Approaches Using HepG2 Cell Line. Drug Discoveries & Therapeutics, 7, 1-8.
https://doi.org/10.5582/ddt.2013.v7.1.1
[15] He, W., Li, L.-X., Liao, Q.-J., Liu, C.-L. and Chen, X.-L. (2011) Epigallocatechin Gallate Inhibits HBV DNA Synthesis in a Viral Replication-Inducible Cell Line. World Journal of Gastroenterology, 17, 1507-1514.
https://doi.org/10.3748/wjg.v17.i11.1507
[16] Chou, S.C., Huang, T.J., Lin, E.H., Huang, C.H. and Chou, C.H. (2012) Antihepatitis B Virus Constituents of Solanum erianthum. Natural Product Communications, 7, 153-156.
https://doi.org/10.1177/1934578X1200700205
[17] Guo, Q.L., Zhao, L., You, Q.D., Yang, Y., Gu, H.Y., Song, G.L., Lu, N. and Xin, J. (2007) Anti-Hepatitis B Virus Activity of Wogonin in Vitro and in Vivo. Antiviral Research, 74, 16-24.
https://doi.org/10.1016/j.antiviral.2007.01.002
[18] Wei, J.C., Lin, L.K., Su, X.J., Qin, S.Y., Xu, Q., Tang, Z.N., Deng, Y., Zhou, Y.H. and He, S.Q. (2014) Anti-Hepatitis B Virus Activity of Boehmeria nivea Leaf Extracts in Human HepG2.2.15 Cells. Biomedical Reports, 2, 147-151.
https://doi.org/10.3892/br.2013.205